W placówkach opieki zdrowotnej środowisko pacjenta obejmuje sprzęt do opieki nad pacjentem oraz powierzchnie środowiskowe i jest dobrze znane jako skażone patogenami, które mogą powodować zakażenia. Pacjenci z aktywnymi zakażeniami organizmami opornymi na antybiotyki, kaszlem, ropiejącymi ranami, biegunką lub wymiotami są uznawani za źródło patogenów, a stosowanie środków ostrożności związanych z transmisją (zgodnie z zaleceniami CDC) ma kluczowe znaczenie dla zapobiegania rozprzestrzenianiu się patogenów, które mogą ostatecznie doprowadzić do zakażenia innych pacjentów.
Pacjenci skolonizowani również stanowią ryzyko rozprzestrzeniania się patogenów, ale ponieważ ogólnie uważa się, że wskaźnik rozprzestrzeniania się patogenów jest niższy u pacjentów skolonizowanych niż u pacjentów zakażonych, większość uwagi w zapobieganiu rozprzestrzeniania się patogenów poświęca się pacjentom zakażonym. Ponieważ jednak liczba skolonizowanych pacjentów i szybkość, z jaką rozprzestrzeniają oni patogeny w środowisku, jest ogólnie gorzej poznana, ogólne obciążenie może być znacznie większe niż obecnie uznawane.
Skonsekwentne i prawidłowe stosowanie standardowych środków ostrożności i środków ostrożności związanych z przenoszeniem zakażenia jest powszechnie stosowane w celu ochrony pracowników opieki zdrowotnej i pomocy w kontroli krzyżowego przenoszenia patogenów u skolonizowanych (tj. bezobjawowych) pacjentów. Nie jest jednak jasne, czy typowe poziomy zgodności z zasadami higieny rąk, czyszczenia powierzchni środowiska i stosowania barier są wystarczające do zarządzania tym ryzykiem. W związku z tym wzrosło zainteresowanie lepszym zrozumieniem roli pacjentów skolonizowanych.
Skąd się biorą potencjalne patogeny u skolonizowanych gospodarzy?
Kolonizacja jest określana jako obecność mikroorganizmów w lub na gospodarzu, ze wzrostem i namnażaniem, ale bez inwazji tkanek lub uszkodzenia komórek (PHAC 2013). Osoba skolonizowana nie wykazuje widocznych objawów chorobowych, jednak może rozprzestrzeniać mikroorganizmy w środowisku poprzez normalne codzienne czynności. Podczas gdy większość mikroorganizmów rozsiewanych jest niepatogenna dla skolonizowanego gospodarza, mogą istnieć bakterie, które są patogenne dla innych ludzi, w zależności od drogi wniknięcia lub siły układu odpornościowego podatnego gospodarza. Potencjał rozprzestrzeniania się patogenów od osoby bezobjawowej jest wysoki, ponieważ przeciętne ciało ludzkie zawiera ~0,3 procent bakterii wagowo (lub około pół funta dla przeciętnej osoby) (Sender, 2016).
Trzy wspólne źródła bakterii rozsiewanych przez ludzi obejmują, kał, ślinę i komórki skóry.
– Kał: Kelly (1994) zauważa, że okrężnica zawiera ponad 500 gatunków bakterii i że zdrowy kał może zawierać więcej niż 1×1012 jednostek tworzących kolonię (CFU)/gram kału. Sender ostatnio oszacował, że jelita mogą zawierać od 1×108 do 1×1011 bakterii na mililitr. Jedno z badań (Stephen, 1980) wykazało, że bakterie stanowiły 54.7 procent całkowitej masy stałego kału u zdrowej osoby, chociaż inne szacunki mówią o 30 procentach. Oba szacunki pokazują, że z organizmu uwalniane są miliardy bakterii. Ray (2002) stwierdził średnią 7,5 log10 VRE na gram stolca. Boyce (2007) znalazł niektórych pacjentów z biegunką, którzy wydalali MRSA w ilościach pomiędzy 107 a 109 CFU/gram stolca.
Używanie toalety wprowadza dużą liczbę bakterii do muszli klozetowej, gdzie mogą one ulec aerozolizacji podczas spłukiwania. Nawet spłukiwanie pustej muszli klozetowej może spowodować aerozolizację bakterii z wnętrza muszli (Knowlton, 2018). Dlatego skupienie się na toaletach jako pierwszorzędnym wektorze rozprzestrzeniania się bakterii wydaje się uzasadnione.
– Ślina: Ślina jest skolonizowana wieloma bakteriami. Lamont (2010) oszacował, że jest 1×108 bakterii na mililitr śliny, a Sender oszacował 1×109 bakterii na mililitr. Krople śliny są rozprzestrzeniane w środowisku poprzez rozmowy, oddychanie, kaszel, kichanie, śpiew i inne czynności. Czynności te są wykonywane zarówno w placówkach służby zdrowia, jak i poza nimi, więc ryzyko to nie dotyczy wyłącznie służby zdrowia. Każde ssanie z jamy ustnej stanowi dodatkowe ryzyko skażenia środowiska.
– Skóra: Skóra jest największym organem ciała o powierzchni ~1,8m2 i stanowi różnorodne środowisko dla bakterii, w tym ciepłe wilgotne obszary, chłodniejsze suchsze obszary, włosy, brak włosów i otwory do ciała (uszy, nos, usta, odbyt, itp.). Szacunki dotyczące zrzucania skóry mówią, że z 19 milionów komórek skóry na naszym ciele, 30 000 do 40 000 komórek skóry jest zrzucanych codziennie (American Academy of Dermatology Association, 2018). Meadow (2015) podaje, że ludzie zrzucają 1×106 cząstek o wielkości >0,5 mikrometra na godzinę, z których wiele zawiera bakterie, choć dokładny odsetek jest trudny do określenia. Jednak na skórze znajduje się do 1×1011 bakterii na m2, więc zrzucanie komórek skóry wiąże się z rozprzestrzenianiem znacznej liczby bakterii. Pacjenci z oparzeniami, chorobami autoimmunologicznymi, chorobliwą otyłością lub egzemą mają prawdopodobnie wyższe wskaźniki wydalania.
Wydalanie patogenów
Następujące badania opisują wpływ patogenów wydalanych przez skolonizowanych pacjentów.
Zanieczyszczenie rąk dla MDRO: Ręce pacjentów są źródłem mikroorganizmów i mogą być zanieczyszczone MDRO. W badaniu przeprowadzonym przez Cao (2016), pobrano próbki rąk pacjentów przy wypisie z ośrodka opieki ostrej i wchodzących do ośrodka opieki po ostrym dyżurze (PAC) i stwierdzono, że 24,1 procent miało co najmniej jeden MDRO na rękach (VRE=13,7 procent, MRSA=10,9 procent, oporne bakterie Gram-ujemne=2,8 procent). Patel (2017) podobnie badał ręce pacjentów wchodzących do placówki PAC i stwierdził, że ręce były często zanieczyszczone (MRSA=10,8 procent, VRE=13,6 procent, oporne bakterie Gram-ujemne=5,7 procent). W 21,9% wizyt ręce pacjenta i środowisko były zanieczyszczone tym samym drobnoustrojem. Oba badania wykazują ryzyko wystąpienia patogenów MDRO o podstawowym znaczeniu przenoszonych przez ręce pacjentów.
MRSA: McKinnell (2013) dokonał przeglądu literatury w celu zbadania, czy badanie nosa w kierunku MRSA jest wystarczające do wykrycia MRSA. Stwierdzono, że kolonizacja MRSA innych miejsc ciała (w tym pachy i krocze) jest powszechna i że pewien odsetek pacjentów z zewnątrznosową kolonizacją MRSA ma ujemne wymazy z nosa. W większości badań kolonizację MRSA odnotowano u 2-6% badanych osób. Najbardziej prawdopodobnym miejscem pozazębowym, w którym występuje MRSA, jest gardło (gardło poniżej jamy ustnej), dlatego ślina może być również źródłem patogenów, takich jak MRSA. Pielęgnacja jamy ustnej może zmniejszyć to obciążenie mikrobiologiczne (Munro 2011), zwłaszcza u pacjentów wentylowanych. Jak zauważono powyżej, pacjenci mogą być również skolonizowani w kale MRSA na wysokim poziomie (Boyce 2007).
VRE: Mayer (2003) stwierdził, że trzymanie moczu przez pacjenta nie miało wpływu na częstość występowania VRE w salach pacjentów. Również liczba kolonii w próbkach, które były pozytywne na VRE, nie różniła się w przypadku pacjentów trzymających mocz i nietrzymających moczu. Autorzy zauważyli również, że kilku pacjentów, którzy byli kontynentni, miało posiewy dla VRE na poziomie >1×108 CFU na gram kału, co stanowi wysoki poziom zanieczyszczenia kału i może pomóc wyjaśnić skażenie środowiska nawet w przypadku pacjentów kontynentnych. Lee (2018) zbadał rozprzestrzenianie się pacjentów z VRE i skażenie środowiska VRE w warunkach oddziału intensywnej terapii. Około 5 procent pacjentów było VRE dodatnich przy przyjęciu, a 3,6 procent pacjentów oddziału intensywnej terapii nabyło VRE podczas pobytu na oddziale intensywnej terapii. Szesnaście procent losowo wybranych próbek środowiskowych było pozytywnych dla VRE. Sprzęt medyczny używany wspólnie na oddziałach intensywnej terapii był znacznie częściej skażony VRE niż sprzęt przeznaczony dla jednego oddziału, co wzmacnia potrzebę dezynfekcji przenośnego sprzętu medycznego między pacjentami.
Acinetobacter baumannii: Thom (2011) stwierdził, że 9,8 procent powierzchni środowiskowych było pozytywnych dla Acinetobacter baumannii (AB) w pomieszczeniach z pacjentami z historią zakażenia AB lub kolonizacji AB lub obecnie skolonizowanych przez AB. Czterdzieści osiem procent sal pacjentów było pozytywnych w co najmniej jednym badanym punkcie próbki, co wskazuje na powszechne zanieczyszczenie powierzchni jest prawdopodobne w przypadku pacjentów skolonizowanych lub zakażonych AB.
Clostridium difficile: Crew (2018) przyjrzał się związkowi między stosowaniem antybiotyków a zakażeniami C diff występującymi w opiece zdrowotnej. Bezobjawowi nosiciele C. diff przez próbkę stolca częściej mieli pozytywne próbki skóry i próbki środowiskowe. Nawracające lub uporczywe rozsiewanie C. diff i skażenie środowiska pacjenta może utrzymywać się do sześciu tygodni po zakończeniu leczenia CDI, co wskazuje, że ryzyko to utrzymuje się nawet po ustąpieniu biegunki.
Freedberg (2016) badał, czy poprzedni pacjent łóżkowy otrzymujący antybiotyki wpływał na ryzyko zakażenia Clostridium difficile (CDI) u kolejnego pacjenta. Stwierdzili, że skumulowana częstość występowania CDI wynosiła 0,72 procent, gdy osoba zajmująca poprzednie łóżko otrzymywała antybiotyki i 0,43 procent, gdy ich nie otrzymywała. Autorzy przypuszczali, że pacjenci przyjmujący antybiotyki wytwarzają więcej bakterii C. diff, która jest rozprzestrzeniana w środowisku. Chociaż nie ma to wpływu na ryzyko zakażenia C. diff dla pacjenta, jeśli inni pacjenci wchodzą do środowiska, w którym jest więcej C. diff, zwiększa to ryzyko ekspozycji na C. diff i późniejszej infekcji.
Istnieją również pewne dowody na to, że zanieczyszczenie powietrza jest drogą rozprzestrzeniania się C. diff. Best (2010) badał przenoszenie C. diff drogą powietrzną przez pacjentów z objawami. Stwierdzili, że pacjenci z CDI mogą wydalać 1×104 do 1×107 CFU zarodników C. diff na gram kału. Po przebadaniu powietrza pacjentów z CDI i aktywną biegunką, 10 procent próbek powietrza było pozytywnych dla CDI, podczas gdy 2 procent pacjentów z objawami bez biegunki miało pozytywne próbki powietrza. Dziesięć procent powierzchniowych próbek środowiskowych było pozytywnych dla C. diff. Sugeruje to, że środowisko i powietrze wokół pacjenta stają się skażone nawet bez biegunki. Yui (2017) znalazł sufitowe otwory wentylacyjne jako rezerwuary C. diff, z sześcioma z 19 miejsc (31,6 procent) pozytywnych po czyszczeniu terminalnym.
Sethi (2010) przyjrzał się kwestii zrzucania środowiskowego C. diff. Wiadomo, że niektórzy pacjenci kontynuują rozsiew C. diff w stolcu po ustąpieniu biegunki, ale aktualne wytyczne CDC mówią, że środki ostrożności przy kontakcie mogą być wyeliminowane po ustąpieniu biegunki. W tym badaniu, średni czas do ustąpienia biegunki wynosił 4,2 dnia i tylko 7 procent (2/28) pacjentów nadal miało C. diff w stolcu na koniec leczenia, podczas gdy około 30 procent pacjentów nadal miało pozytywne próbki skóry z C. diff i około 15 procent miało pozytywne próbki środowiskowe. W czasie leczenia, 60 procent pacjentów miało skażenie skóry C. diff. Jednakże, podczas badań w późniejszym czasie i przy braku objawów, 56 procent (15/27) miało C. diff w stolcu 1-4 tygodnie po leczeniu, co sugeruje, że antybiotyki tłumią poziom C. diff w stolcu, ale po usunięciu efektu ochronnego, poziom C. diff powraca bez objawów. Ocenia się, że pracownicy służby zdrowia zanieczyszczają swoje ręce C. diff w 50% przypadków podczas kontaktu ze skórą pacjenta po ustąpieniu biegunki.
Riggs (2007) badał rozsiewanie bezobjawowych nosicieli C. diff. Raportują, że około dwóch z trzech pacjentów skolonizowanych z C. diff staje się bezobjawowymi nosicielami. W ich badaniu 51 procent (35/68) lekarzy rezydentów było bezobjawowymi nosicielami toksynotwórczych szczepów C. diff. Dwunastu pacjentów skolonizowanych z C. diff zostało przetestowanych 1-3 miesiące później i 83 procent (10/12) miało pozytywne próbki stolca.
Revolinski (2018) dokonał przeglądu wybranej literatury na temat kolonizacji C. diff i stwierdził, że w jednym badaniu 4 procent pacjentów zostało skolonizowanych C. diff przy przyjęciu do szpitala, a 3 procent zostało skolonizowanych podczas hospitalizacji. W innym badaniu 15 procent pacjentów było skolonizowanych toksygenną C. diff, a kolejne 5 procent było skolonizowanych nietoksygenną C. diff. Badanie przeprowadzone w Australii wykazało, że 8 procent pacjentów było skolonizowanych C. diff. Badanie holenderskie wykazało, że 6% pacjentów było skolonizowanych C. diff przy przyjęciu do szpitala. Dziewięć procent tych pacjentów rozwinęło CDI, podczas gdy tylko 2 procent pacjentów, którzy nie byli skolonizowani przy przyjęciu, rozwinęło CDI. Metaanaliza z 2015 roku wykazała, że 8,1 procent pacjentów było skolonizowanych i że 22 procent pacjentów skolonizowanych przy przyjęciu rozwinęło C. diff, podczas gdy tylko 3 procent nie skolonizowanych pacjentów rozwinęło CDI. Badania te sugerują niski, ale stały poziom pacjentów skolonizowanych z C. diff podczas wchodzenia do placówek opieki zdrowotnej.
Bakterie wytwarzające ESBL: Cochard (2014) badał wskaźniki Enterobacteriaceae produkujących ESBL we francuskich domach opieki. Nadzór nad mieszkańcami wykazał, że wskaźnik kolonizacji wynosił 9,9 procent. Piętnaście procent mieszkańców było ostatnio hospitalizowanych, a 35,4 procent otrzymywało ostatnio antybiotyki. Zgodność personelu z protokołami profilaktyki zakażeń była niska. Przestrzeganie higieny rąk wyniosło 25,7 procent, używanie rękawic 45,9 procent, stosowanie PPE 13,3 procent, a zarządzanie odpadami 46,7 procent. Domy z najwyższymi wskaźnikami zgodności miały najniższe wskaźniki kolonizacji ESBL, a te z najniższymi wskaźnikami zgodności miały najwyższe wskaźniki nosicielstwa ESBL.
Możliwe rozwiązania
Aby zminimalizować ryzyko skażenia środowiska przez skolonizowanych pacjentów, dodatkowe praktyki mogą być odpowiednie.
– Higiena rąk pacjenta: Korzystne byłoby stosowanie środków do dezynfekcji rąk dostępnych dla pacjentów przed posiłkami, wejściem lub wyjściem z pokoju, po toalecie, itp. Stosowanie jednorazowych chusteczek do rąk na bazie alkoholu może zmniejszyć liczbę drobnoustrojów na rękach pacjenta.
– Dezynfekcja powierzchni w miejscu opieki: Zmniejszenie obciążenia biologicznego w środowisku opieki nad pacjentem można poprawić poprzez szkolenie personelu, aby był aktywnie zaangażowany w utrzymywanie w czystości powierzchni wysokiego kontaktu w środowisku pacjenta. Wszystkie dyscypliny muszą być przeszkolone w zakresie dezynfekcji środowiska przed i po określonych czynnościach i/lub procedurach, które mogą skazić środowisko w pobliżu pacjenta. Można to osiągnąć poprzez dostarczenie bezpiecznego środka dezynfekującego w punkcie opieki. Może to również pomóc w zapewnieniu, że ruchomy sprzęt do opieki nad pacjentem jest dezynfekowany pomiędzy pacjentami.
– Dekolonizacja: Niektóre ośrodki wprowadziły codzienne kąpiele z glukonianem chlorheksydyny (CHG) dla każdego pacjenta z „linią” (centralną lub Foleya). Pacjenci poddawani określonym zabiegom chirurgicznym lub przyjmowani na oddział intensywnej terapii mogą być również poddawani badaniom przesiewowym na obecność MRSA, a w przypadku wyniku pozytywnego – leczeniu mupirocyną. Oczyszczanie skóry przed operacją w noc poprzedzającą zabieg i rano w dniu zabiegu z użyciem CHG może również ograniczyć wydalanie potencjalnie patogennych drobnoustrojów. Niektóre ośrodki szerzej stosują dekolonizację odrespiratorów u pacjentów w przypadku wszystkich zabiegów chirurgicznych z użyciem implantów lub jeśli pacjent jest uważany za osobę wysokiego ryzyka.
– Walidacja czyszczenia: Upewnienie się, że wszystkie powierzchnie miały kontakt ze środkami czyszczącymi/dezynfekującymi, pozwoli utrzymać niski poziom bioburdenów. Regularne audyty są zalecane przez CDC (Guh 2010).
Człowiek stale rozsiewa bakterie do swojego środowiska. Wszyscy ludzie skolonizowani pewnymi patogenami omówionymi powyżej mogą rozsiewać bakterie, które mogą potencjalnie powodować infekcje u innych. Kolonizacja jest niedocenianym źródłem rozprzestrzeniania się patogenów, które przyczynia się do powszechnego skażenia środowiska, jak wykazało wiele badań. Rozprzestrzenianie się patogenów, które prowadzą do skażenia rąk lub powierzchni, jest ważnym etapem w ostatecznym wywołaniu zakażenia nabytego w opiece zdrowotnej i wymaga dalszych badań. Placówki służby zdrowia powinny ocenić aktualną politykę i procedury w celu określenia implikacji kolonizacji pacjentów w ich placówce.
Peter Teska jest ekspertem firmy Diversey w dziedzinie zapobiegania zakażeniom; Jim Gauthier jest starszym doradcą klinicznym firmy Diversey, a Carol Calabrese jest starszym doradcą klinicznym firmy Diversey.
Publiczna Agencja Zdrowia Kanady (PHAC). Rutynowe praktyki i dodatkowe środki ostrożności w celu zapobiegania przenoszeniu zakażeń w opiece zdrowotnej. Ottawa, ON: Her Majesty the Queen in Right of Canada; 2012. Available from: http://publications.gc.ca/collections/collection_2013/aspc-phac/HP40-83-2013-eng.pdf
Sender R, Fuchs S, Milo R. Revised Estimates for the Number of Human and Bacteria Cells in the Body. PLoS Biol, 2016;14(8):e1002533. doi:10.1371/journal.pbio.1002533.
Kelly CP, et. al. Zapalenie jelita grubego wywołane przez Clostridium difficile. N Engl J Med, 1994; 330 (4): 257-262.
Stephen AM. The microbial contribution to human fecal mass. J Med Microbiol, 1980; 13(1): 45-56.
Ray AJ, et al. Nosocomial transmission of vancomycin-resistant enterococci from surfaces. JAMA 2002; 287:1400-1401.
Revolinski SL, et. al. Narażenia na Clostridium difficile, kolonizacja i mikrobiom: implikacje dla profilaktyki. 2018; 39(5): 596-602.
Boyce JM, et al. Widespread environmental contamination associated with patients with diarrhea and methicillin-resistant Staphylococcus aureus colonization of the gastrointestinal tract. Infect Cont Hosp Epidemiol, 2007; 28 (10):1142-1147.
Knowlton SD, et al. Bioaerosol concentrations generated from toilet flushing in a hospital-based patient care setting. Antimicrob Resist Infect Control, 2018; 7:16. DOI 10.1186/s13756-018-0301-9
Lamont RJ, et. al. Oral microbiology at a glance. 2010, Wiley -Blackwell. West Sussex UK.
American Academy of Dermatology Association, „How skin grows”, 2018. Retrieved from: https://www.aad.org/public/kids/skin/how-skin-grows.
Meadow JF, Altrichter AE, Bateman AC, et al. „Humans differ in their personal microbial cloud.” Souza V, ed. PeerJ. 2015; 3:e1258. doi:10.7717/peerj.1258.
Cao J, et. al. Organizmy wielolekooporne na rękach pacjentów: A missed opportunity. JAMA Intern Med, 2016; 176 (5): 705-706.
Patel PK, et. al. „Patient hand colonization with MRDOs is associated with environmental contamination in post-acute care”. Infect Cont Hosp Epidemiol, 2017; 38 (9): 1110-1113.
McKinnell JA, et. al. Quantifying the impact of extranasal testing of body sites for Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus colonization at the time of hospital or intensive care unit admission. Infect Cont Hosp Epidemiol, 2013; 34 (2): 161-170.
Munro N, et al. Ventilator-associated pneumonia bundle. AACN Adv Crit Care, 2014; 25(2): 163-175
Mayer RA, et. al. Role of fecal incontinence in contamination of the environment with vancomycin-resistant Enterococci. Am J Infect Cont, 2003; 31 (4): 221-225.
Lee AS, et. al. Defining the role of the environment in the emergence and persistence of vanA Vancomycin-Resistant Enterococcus (VRE) in an intensive care unit: A molecular epidemiological study. Infect Cont Hosp Epidemiol, 2018; 39(6): 668-675.
Thom KA, et. al. „Environmental contamination because of multi-drug resistant Acinetobacter baumannii surrounding colonized or infected patients”. Am J Infect Cont, 2011; 39 (9): 711-715.
Crew PE, et. al. „Correlation between hospital-level antibiotic consumption and incident health care facility-onset Clostridium difficile infection”, Am J Infect Cont, 2018; 46: 270-275.
Freedberg DE, et. al. „Receipt of antibiotics in hospitalized patients and risk for Clostridium difficile infection in subsequent patients who occupy the same bed”. JAMA Intern Med, 2016; 176 (12): 1801-1808.
Best EL, et. al. „The potential for airborne dispersal of Clostridium difficile from symptomatic patients”. Clin Infect Dis, 2010; 50 (1): 1450-1457.
Yui S, et al. „Identification of Clostridium difficile reservoirs in the patient environment and efficacy of aerial hydrogen peroxide decontamination”. Infect Cont Hosp Epidemiol, 2017; 38 (12):1487-1492.
Sethi AK, et. al. „Persistence of skin contamination and environmental shedding of Clostridium difficile during and after treatment of C. difficile Infection”, Infect Cont Hosp Epidemiol, 2010; 31 (1): 21-27.
Riggs MM, et. al. „Asymptomatic carriers are a potential source for transmission of epidemic and nonepidemic Clostridium difficile strains among long-term care facility residents”, Clin Infect Dis, 2007; 45: 992-998.
Cochard H, et. al. „Extended-Spectrum β-lactamaseâproducing Enterobacteriaceae in French nursing homes: an association between high carriage rate among residents, environmental contamination, poor conformity with good hygiene practice, and putative resident-to-resident transmission”, Infect Cont Hosp Epidemiol, 2014; 35 (4): 384-389.
Guh A, et al. Options for evaluating environmental cleaning”. Centers for Disease Control and Prevention 2010. Dostępne pod adresem: www.cdc.gov/hai/pdfs/toolkits/Environ-Cleaning-Eval-Toolkit12-2-2010.pdf
.